Ważne

Pszczoły i neonikotynoidy: kolacja z arszenikiem czy wiele hałasu o nic?

Pszczoła miodna (Apis mellifera) w Ogródkach Działkowych na ul. Kinowej w Warszawie, fot. Piotr Bentkowski

Decyzja Ministra Rolnictwa, dająca polskim rolnikom czasową możliwość stosowania dwóch środków ochrony roślin z grupy neonikotynoidów (Modesto 480 FS i Cruiser OSR 322), których używania zakazano na terenie UE, zapoczątkowała szeroką, publiczną dyskusję nad ich szkodliwością. Obok głosów oburzenia i protestów, pojawiły się doniesienia medialne popierające stanowisko ministra, których autorzy przekonują o niskiej szkodliwości tych pestycydów względem owadów zapylających, a argumenty przeciwników stosowania neonikotynoidów określają jako „fake news”. Głosy te nie pochodzą od naukowców zajmujących się tematyką ekotoksykologiczną, biologią pszczół czy zapylania; ponadto, wyjątkowo wybiórczo odnoszą się do wyników badań naukowych, których zdecydowana większość daje inny obraz neonikotynoidów i ich roli w środowisku. Powielane przez media społecznościowe, tworzą jednak wrażenie, że temat jest błahy, a protesty przeciwko neonikotynoidom to zwykła „medialna histeria”. Kto ma rację i co dokładnie o neonikotynoidach mówią badania naukowe?  Przyjrzyjmy się tym kontrowersyjnym substancjom i spróbujmy określić, w jakim stopniu są rzeczywiście lepsze od dotychczas stosowanych pestycydów (niżej będziemy je określać jako „konwencjonalne”) i bezpieczne dla nie-szkodników*, czyli organizmów innych niż te, które zwalczamy na terenach upraw.

Zapylacze
Zacznijmy jednak od zapylaczy, których los stał się podstawą dyskusji. Jest to grupa zwierząt niezwykle ważna z punktu widzenia stabilności ziemskich ekosystemów. Wynika to z faktu, że rośliny zapylane przez zwierzęta, głównie owady, stanowią blisko 90% wszystkich gatunków roślin kwiatowych. Wśród nich jest także większość (75%) roślin uprawnych; ich plony stanowią 1/3 globalnej wartości produkcji rolnej. Brak zapylaczy oznacza poważne problemy z reprodukcją dla całej tej grupy, a dla nas, ludzi, także destabilizację gospodarki żywnościowej.  Zatem wszystko, co może zagrozić stabilności ekologicznej relacji rośliny-zapylacze, ma dla nas konkretne skutki gospodarcze i powinno budzić nasz najwyższy niepokój.

andrena

Pszczoła samotna z rodzaju Andrena (pszczolinka). Fot. Marcin Zych

Neonikotynoidy – co to takiego?
Neonikotynoidy to zbiorowa nazwa syntetycznych substancji chemicznych stosowanych jako środki ochrony roślin i cechujących się budową i działaniem podobnym do nikotyny, która już w latach 30-tych XX w. była powszechnie używana jako insektycyd. Wśród neonikotynoidów najczęściej używanymi związkami są imidakloprid, tiametoksam i klotianidyna, która jest pochodną tiametoksamu (jako środki ochrony roślin używane są także acetamipryd i tiachlopryd). Substancje te zostały wprowadzone do obrotu w połowie lat 90-tych XX wieku i od tego czasu stały się najszybciej rosnącą grupą insektycydów stosowanych przy ochronie upraw. Neonikotynoidy są neurotoksynami (czyli toksynami działającymi na układ nerwowy), oddziałującymi konkretnie na receptory pobudzane przez nikotynę i jej pochodne. Receptor taki jest rodzajem kanału w błonie komórkowej, umożliwiającym transport jonów sodu i potasu z komórki na zewnątrz i odwrotnie, który to transport jest konieczny do przepływu informacji przez komórki nerwowe. Neonikotynoidy łatwo wiążą się z tymi receptorami i – w większych dawkach – blokują je, powodując paraliż i śmierć zwierzęcia. Znaczącą różnicą w stosunku do wcześniej stosowanych pestycydów jest ich doskonała rozpuszczalność w wodzie. Ma to także znaczenie dla porównywania ich z konwencjonalnymi środkami, ponieważ wszelkie badania toksykologiczne prowadzone wcześniej odnosiły się do doświadczeń z insektycydami rozpuszczalnymi w tłuszczach. Oznacza to, że wnioski z badań dotyczących, na przykład, mobilności czy trwałości w środowisku konwencjonalnych środków ochrony roślin nie mogą być wprost zastosowane do neonikotynoidów.

Jasne i ciemne strony neonikotynoidów
Zaletą neoniktynoidów, w porównaniu z dotychczas stosowanymi pestycydami, miała być m.in. mniejsza skuteczność łączenia się z receptorami w organizmach kręgowców w porównaniu do bezkręgowców, przy zachowanej bardzo wysokiej toksyczności dla stawonogów (np. u pszczół współczynnik LD50** klotianidyny jest jednym z najniższych spośród wszystkich pestycydów i wynosi 21 ng, co oznacza, że statystycznie połowa osobników zginie po potraktowaniu dawką o wysokości 21 ng, czyli  0.000000021 grama). Miało to zapewnić niższą szkodliwość tych substancji dla ryb (pestycydy trafiają z wodą deszczową do zbiorników i cieków wodnych) i innych kręgowców. Z punktu widzenia użytkownika ważny jest także długi okres rozpadu neonikotynoidów, umożliwiający długotrwałą ochronę upraw (Simon-Delso i in. 2015). Dla przykładu okres półtrwania (czyli czas, w którym nastąpi rozpad połowy zastosowanego związku) klotianidyny, w zależności od gleby i warunków wilgotnościowych, może wynosić nawet 7000 dni, dla imidiakloprydu powyżej 1000 dni, a tiametoksamu powyżej 1 roku (Bonmatin i in. 2015). Zwłaszcza ta ostatnia cecha różni je od wielu konwencjonalnych środków ochrony roślin, takich jak pyretroidy, karbaminiany czy insektycydy fosforoorganiczne, które mają krótszy okres półtrwania. Ponadto, pestycydy konwencjonalne aplikowane są zwykle w formie oprysków, przez co, w kontakcie ze światłem i innymi czynnikami zewnętrznymi, szybciej ulegają degradacji. Ich używanie, jeśli jest ograniczone do czasu gradacji szkodników* i prowadzone w sposób zgodny z zaleceniami producentów, wywołuje negatywne, lecz jednocześnie krótkotrwałe skutki w ekosystemach. Różni je to od neonikotynoidów, które mogą być obecne i aktywne w glebie, wodzie, roślinie uprawnej, następnych uprawach oraz roślinach towarzyszących uprawom nawet na długo po tym, jak zostaną zastosowane w konkretnej uprawie. Na przykład imidakloprid był wykrywany w 97% próbek gleby, gdzie rok lub dwa lata wcześniej wysiewano zaprawiane nim nasiona, a jego stężenie glebowe zwiększało się w próbkach z pól, gdzie stosowano go stale, co wskazuje na zdolności akumulacji w glebie (Bonmatin i in. 2015).

Zaletą neonikotynoidów, z punktu widzenia rolnictwa lub leśnictwa, jest także ich wielopostaciowość: mogą być stosowane, między innymi, jako opryski dolistne, zaprawy do nasion, wprowadzane w postaci granulatów do wody i gleby, można nimi traktować korzenie lub cebule młodych roślin lub nastrzykiwać nimi pnie drzew. Najczęstszą formą (ok. 60% zastosowań) jest zaprawianie nasion i stosowanie doglebowe (Jeschke i in. 2011). Warto tu zauważyć, że w odróżnieniu od konwencjonalnych środków ochrony roślin, neonikotynoidy w takiej postaci są z zasady stosowane prewencyjnie. Oznacza to, że będą one obecne zarówno w uprawach, których rzeczywiście może dotknąć gradacja szkodników,* jak i w takich, gdzie w trakcie sezonu wegetacyjnego nie ma żadnych kłopotów z niszczeniem roślin przez różne organizmy. Wynika to z systemicznego działania tych związków, które jako rozpuszczalne w wodzie, dostają się do organizmu rośliny i krążą w nim przez długi okres, zwykle aż do zbiorów, często kumulując się w szczytowych częściach liści. W przypadku drzew, substancje te mogą utrzymywać się w ich organizmach prawdopodobnie nawet powyżej 1 roku (Grosman i Upton 2006).

Neonikotynoidy w pyłku, nektarze, miodzie, pyle i wodzie
W trakcie wędrówki w roślinie, neonikotynoidy przedostają się także do pyłku i nektaru, które są atrakcyjnym źródłem pożywienia dla wielu owadów, a najważniejszym dla pszczół (w tym hodowlanej pszczoły miodnej). Oznacza to, że, inaczej niż w przypadku konwencjonalnych środków, pszczoły narażone są na neonikotynoidy nie tylko jako owady dorosłe, ale także w stadium larwalnym (czerwie odżywiane są zatrutym pyłkiem). Nadmienić warto, że obecność neonikotynoidów w nektarze oznacza, że są one także wykrywane w wytworzonym z niego miodzie. Według zeszłorocznych badań, neonikotynoidy były znajdowane w 75% próbek miodów z całego świata (w ilościach wprawdzie uznawanych za bezpieczne dla ludzi, ale najprawdopodobniej stanowiących zagrożenie dla pszczół, Mitchell i in. 2017). Ich obecność stwierdzono także w wodzie gutacyjnej, czyli kropelkach wody wydzielanych przez niektóre rośliny poprzez liście. Stężenie neonikotynoidów w pyłku i nektarze jest wystarczające do wywołania efektów toksycznych (choć zwykle nie ostrych, jak ma to miejsce w przypadku oprysków prowadzonych konwencjonalnymi metodami) i dotyka, między innymi, ogromnej liczby gatunków owadów zapylających kwiaty (Goulson 2013; Bonmatin i in. 2015).

Nie jest to jedyna droga kontaktu nie-szkodników* z neonikotynoidami. Są one narażone także poprzez pył powstający podczas wysiewania zaprawionych nasion, co już może wywoływać ostre zatrucia (Girolami i in. 2012; Girolami i in. 2013; Pistorius i in. 2015), wodę zanieczyszczoną pestycydami, a także zjadanie pyłku i nektaru z roślin, które występują w pobliżu upraw traktowanych pestycydami i pobierają je wraz z wodą lub z pyłu przedostającego się na ich liście (Wood i Goulson 2017).

Wiele hałasu o nic, czy jednak arszenik do kolacji?
W chwili obecnej dostępne są już setki prac naukowych opisujących wpływ neonikotynoidów na zapylacze (od roku 2013 ich liczba wzrosła o ponad 100%, Wood i Goulson 2017). Większość z nich (75%), koncentruje się niestety na hodowlanej pszczole miodnej (Lundin i in. 2015). W jej przypadku zatrucia neonikotynoidami mogą mieć postać ostrą (klotianidyna była jednym z trzech najczęściej stwierdzanych pestycydów w organizmach śmiertelnie zatrutych pszczół w Polsce w latach 2014-2015; Kiljanek i in. 2016b), a ich stała obecność w środowisku powoduje także przewlekłe narażenie owadów na dawki subletalne (czyli wywołujące efekty toksyczne, ale nie powodujące natychmiastowej śmierci). W efekcie, u narażonych pszczół miodnych (tu zbadano to najlepiej) pojawiają się zaburzenia związane z zapamiętywaniem zapachów, uczeniem się oraz orientacją przestrzenną, osłabiające możliwość zbierania pokarmu i utrudniające lub nawet uniemożliwiające powrót do ula (gniazda). Prowadzić to może do osłabienia i rozpadu całej rodziny (Henry i in. 2012). Najczęściej ostre efekty zatrucia podawane są dla badań laboratoryjnych (celowo nie będziemy się tu o nich szerzej rozpisywać, żeby nie narazić się na zarzuty opisywania skutków występujących wyłącznie w laboratoriach), podczas gdy próby terenowe dają czasem rzeczywiście niejednoznaczne wyniki. Na przykład w wielkoskalowym eksperymencie prowadzonym jednocześnie w Wielkiej Brytanii, Niemczech i na Węgrzech wykazano, że substancje te mogą mieć negatywny (Wlk. Brytania, Węgry) lub pozytywny (Niemcy) wpływ na liczebność pszczoły miodnej w czasie kwitnienia rzepaku. Na Węgrzech negatywny wpływ utrzymywał się przez zimę i powodował zmniejszanie się rodzin pszczelich (24% spadek liczebności). W przypadku dzikich pszczół, trzmiela ziemnego i murarki, sukces reprodukcyjny spadał wraz ze zwiększaniem się pozostałości pestycydów w gniazdach.  Kolejnym niepokojącym wnioskiem z tego eksperymentu jest fakt ciągłego narażenia pszczół na pozostałości pestycydów z wcześniejszych aplikacji (Woodcock i in. 2017). Z kolei badania terenowe przeprowadzone w pobliżu upraw kukurydzy, której nasiona zaprawiane były neonikotynoidami, ujawniły, że chroniczny kontakt pszczoły miodnej z pyłkiem tych roślin powoduje zwiększoną śmiertelność i osłabienie układu immunologicznego owadów, zwłaszcza w połączeniu z fungicydami (toksyczność podwajała się). Neonikotynoidy, poza robotnicami, negatywnie oddziaływały też na długość życia i poziom reprodukcji u matek (Tsvetkov i in. 2017). Osłabione możliwości reprodukcyjne matek oraz niższa jakość nasienia u trutni były zresztą opisywane już we wcześniejszych badaniach operujących „polowymi” dawkami pestycydów (Williams i in. 2015; Ciereszko i in. 2017).

trzmiel

Fot. Marcin Zych

Obserwowany niekiedy pozorny rozdźwięk wyników badań wykonywanych w warunkach laboratoryjnych, wskazujących na silne osobnicze skutki toksyczne neonikotynoidów i słabiej uchwytnych efektów w próbach terenowych może wynikać z szeregu powodów. Po pierwsze, w badaniach terenowych trudno niekiedy precyzyjnie kontrolować wszystkie czynniki wpływające na eksperyment. Ponadto, u gatunków społecznych (jak pszczoły miodne czy trzmiele) przy wysokiej szkodliwości dla pojedynczych osobników, rodzina może kompensować nadmierną śmiertelność robotnic na przykład poprzez modyfikacje czasu reprodukcji. Dzieje się to w taki sposób, że matka produkuje więcej robotnic, kosztem opóźnionej produkcji trutni (Henry et al. 2015). Rozbieżności w wynikach mogą być także powodowane zróżnicowaniem między liniami pszczół w stopniu odporności na neonikotynoidy. Osobnym problemem bywa także przeprowadzanie badań w środowisku, w którym neonikotynoidy były już wcześniej stosowane i obecne są ich pozostałości. Zatem bez wcześniejszego zbadania tła środowiskowego, nie zawsze istnieje pewność, że badana substancja jest czymś rzeczywiście nowym i także grupa kontrolna nie jest na nią narażona, co może skutkować pozornie negatywnymi wynikami.

W przeważającej liczbie badań wykazano jednak, że zastosowanie neonikotynoidów wyraźnie wpływa na szybkie pogorszenie kondycji rodzin pszczelich. Dzieje się tak poprzez, między innymi, zwiększanie podatności pszczół na zachorowanie, na przykład na nosemozę, wskutek upośledzenia działania układu immunologicznego oraz zahamowania zachowań higienicznych (Alaux i in. 2010, Pettis i in. 2012, Dussabaud i in. 2016). Stres spowodowany wspólnym działaniem neonikotynoidów oraz patogenów wpływa negatywnie na fizjologię i żywotność matek pszczelich, a długofalowo zmniejsza żywotność całych rodzin, co w połączeniu z osłabieniem odporności i patogenami, wydaje się jedną z przyczyn masowego ginięcia rodzin pszczelich (O’Neal i in. 2018, Stainhauer i in. 2018). Podkreślamy tu, że pestycydy nie są jedynym czynnikiem wywołującym straty wśród pszczelich rodzin oraz szerzej, odpowiadającym za wyraźny spadek liczebności i różnorodności dzikich owadów zapylających, a raczej jedną ze składowych tych zjawisk. W opublikowanej niedawno Narodowej Strategii Ochrony Owadów Zapylających (której jesteśmy współautorami), obok pestycydów, wymieniamy w tym kontekście także degradację siedlisk, niedostatek pożywienia, zanieczyszczenia środowiska, choroby oraz interakcję tych czynników (Zych i in. 2018). Jednak to właśnie użycie pestycydów podlega naszej największej kontroli.

Bardzo ważne dzikie pszczoły
Warto tu podkreślić, że to nie problemy pszczoły miodnej powinny być naszym największym zmartwieniem. Chociaż pszczoły miodne często uważane są za optymalne (lub nawet – za jedyne) zapylacze, fakty są zgoła inne i dotyczy to także roślin uprawnych. Prawdą jest, że pszczoła miodna, jako owad hodowlany, może być efektywnie wykorzystywana do zapylania zwłaszcza ogromnych monokultur, gdzie nie występują inne zapylacze. Badania naukowe dowodzą jednak, że plonowanie większości upraw zoogamicznych (czyli zapylanych przez zwierzęta) jest pozytywnie skorelowane ze zwiększeniem intensywności odwiedzin dzikich owadów zapylających, a nie pszczół miodnych (Garibaldi i in. 2013). Obecność wyłącznie pszczół miodnych na uprawach, przy braku lub obniżeniu liczebności innych dzikich zapylaczy, powoduje znaczący spadek jakości plonu i liczby zawiązanych owoców lub nasion (Garibaldi i in. 2011). Pokazuje to niezbicie, że dla stabilności procesu zapylania niezbędna jest wysoka różnorodność zapylaczy, a skuteczne zapylanie roślin nie może być osiągnięte wyłącznie poprzez zwiększenie liczby rodzin pszczoły miodnej (Klein i in. 2018). Efekt ten zwiększa się, jeżeli weźmiemy pod uwagę perspektywę regionalną. Z uwagi na czasowe i geograficzne wahania składu gatunkowego i liczebności populacji zapylaczy (także pszczoły miodnej), lokalnie dla stabilnego plonowania danej uprawy może wystarczyć obecność zaledwie kilku gatunków zapylaczy, natomiast regionalnie do osiągnięcia tego samego wyniku potrzebujemy już dziesięciokrotnie większego zespołu efektywnie działających owadów (Winfree i in. 2018). Zatem, mimo, że kwestia negatywnego wpływu neonikotynoidów na pszczoły miodne została już naświetlona i doczekała się licznych podsumowań (np. Fairbrother i in. 2014; Kiljanek i in. 2016a), problemy dotykające tego gatunku nie są w rzeczywistości kluczowymi z punktu widzenia ochrony różnorodności biologicznej zapylaczy (Colla i MacIvor 2017; Geldmann i González-Varo 2018).

Z licznych jednostkowych badań oraz z raportu IPBES (Intergovernmental Science-Policy Platform on Biodiversity and Ecosystem Services; w wolnym tłumaczeniu: Międzyrządowa Platforma Naukowo-Polityczna na rzecz Bioróżnorodności i Usług Ekosystemowych) z 2016 roku wynika jednak, że, poza pszczołą miodną, szczególnie narażeni na działanie neonikotynoidów są inni przedstawiciele rodziny pszczołowatych, jak trzmiele i murarki. Opublikowana w tym roku meta-analiza, oparta na blisko 90 eksperymentach laboratoryjnych, terenowych i pół-terenowych (te ostatnie to takie, w których owady eksperymentalne były przetrzymywane nie w laboratorium lecz w warunkach polowych) wskazuje na przykład, że dla wszystkich badanych parametrów (zagęszczenie owadów, behawior, przeżywalność, kondycja, sukces reprodukcyjny) stosowanie neonikotynoidów ma jednoznacznie negatywne skutki dla dziko żyjących stawonogów (Main i in. 2018).

Podobnie jak w przypadku pszczoły miodnej, neonikotynoidy mogą wywoływać u nich ostre zatrucia, przy czym różne gatunki wykazują tu zróżnicowaną wrażliwość. Największa dostępna meta-analiza przeprowadzona dla kilkunastu gatunków dzikich zapylaczy wykazała, że relatywna wrażliwość na neonikotynoidy waha się od 0.001 do 2085.7 (jako 1 przyjmując wrażliwość pszczoły miodnej), przy połowie badanych gatunków wykazującej wrażliwość poniżej 0.57 (Arena i Sgolastra 2014). Kwestia oporności wydaje się być związana m.in. z rozmiarem ciała: owady większe (trzmiele lub pszczoła miodna) wykazują większą odporność niż niewielkich rozmiarów pszczoły samotne, do których jednak należy przeważająca część polskich dzikich pszczół. Niestety, stopień zbadania wrażliwości tych ostatnich jest jak na razie nikły: w Europie występuje około 2000 gatunków pszczół (w Polsce 470), a tylko dla 1% z nich dostępne są (często fragmentaryczne) dane z testów toksykologicznych (Wood i Goulson 2017). Ponadto, ewentualne ostre zatrucia występujące w naturze są trudne do wykrycia, ponieważ większość dzikich gatunków pszczół (z wyjątkiem trzmieli) to owady niesocjalne, czyli takie, które nie tworzą dużych rodzin o złożonej strukturze społecznej. Zatem nawet wysoka śmiertelność jest trudniejsza do zaobserwowania, bo odbywa się w rozproszonych miejscach, inaczej niż w przypadku socjalnych owadów, np. trzmieli, gdzie jednorazowo może zginąć cała rodzina licząca do 1000 owadów. Warto tu także dodać, że nie mamy w Polsce żadnego systemu monitoringu takich gatunków, więc jeżeli coś się dzieje, będziemy o tym wiedzieć, gdy będzie już za późno…

W przypadku chronicznego narażenia na neonikotynoidy, najlepiej pod tym względem zbadane trzmiele wykazują, podobnie jak pszczoły miodne, osłabioną orientację i umiejętność uczenia się, co przekłada się na niższą zdolność zbierania pokarmu, obserwowalną zarówno na poziomie osobnika, jak i rodziny (pomijamy tu badania, w których podawano dawki pestycydów niespotykane w środowisku). W efekcie rodziny osiągają mniejsze rozmiary i charakteryzują się słabszą rozrodczością (niższa produkcja młodych matek) (Wood i Goulson 2017). Ta ostatnia cecha jest o tyle ważna w kontekście przetrwania gatunków, że u trzmieli rodziny trwają tylko jeden sezon; potem robotnice giną i to właśnie pojawiające się późnym latem młode matki, po przezimowaniu, odpowiadają za tworzenie nowych rodzin. Warto zwrócić uwagę, że spowodowane neonikotynoidami osłabienie zdolności zbierania pokarmu u trzmieli może mieć także wymierne znaczenie dla rolnictwa, ponieważ przekłada się na mniejszą efektywność zapylania, co wykazano dla upraw sadowniczych (Stanley i in. 2015).  Patrząc szerzej niż na same trzmiele – analiza przeprowadzona dla 62 gatunków brytyjskich dzikich pszczołowatych pokazała, że na przestrzeni 18 lat trwałość gatunków była negatywnie skorelowana z ekspozycją na neonikotynoidy, przy czym zdecydowanie silniejsze efekty negatywne wykazywały owady żerujące na rzepaku (Woodcock i in. 2016). W Szwecji użycie neonikotynoidów w warunkach polowych zmniejszało zagęszczenie i liczbę gniazd dzikich pszczół (Rundlof i in. 2015).

Czego wciąż nie wiemy o efektach neonikotynoidów?
Niestety, dla ogromnej części gatunków dzikich pszczół i innych zapylaczy (motyli, muchówek, chrząszczy) wciąż nie przeprowadzono odpowiednich badań. Choć wiadomo, że użycie neonikotynoidów prowadzi do znaczącej śmiertelności larw niektórych muchówek (Sanchez-Bayo 2011), możliwe, że niektóre grupy (a przynajmniej niektóre stadia rozwojowe) są mniej wrażliwe na te substancje. Wskazują na to doświadczenia z larwami powszechnie występującej muchówki z rodziny bzygowatych, które okazały się dość odporne na niskie stężenia tiametoksamu (Basley et al. 2018). Z wieloletnich trendów populacyjnych w Wielkiej Brytanii i Kalifornii (USA) wiadomo jednak także, że użycie neonikotynoidów wyraźnie negatywnie koreluje z liczebnością populacji kilkudziesięciu przebadanych gatunków motyli (Gilburn i in. 2015; Forister i in. 2016). Nawet takie pośrednie wyniki powinny być jednak, zgodnie z zasadą przezorności, powodem do minimalizowania ryzyka, które stwarzają neonikotynoidy (IPBS 2016).

mucha

Muchówka z rodzaju Scathophaga. Fot. Marcin Zych

Choć większość prac skupia się na kwestii wpływu neonikotynoidów na zapylacze, nie można jednocześnie zapominać o wynikach badań dokumentujących ich negatywny wpływ na inne ważne funkcje ekosystemowe (dekompozycja gleby, krążenie pierwiastków, oddychanie glebowe) czy organizmy (owady drapieżne, bezkręgowce glebowe, takie jak np. dżdżownice) (Chagnon i in. 2015).

Oczywiście nie oznacza to, że w kwestii pestycydów wiemy już wszystko. Jednym z istotnych obszarów, gdzie potrzebne są dalsze badania, jest kwestia łącznego stosowania kilku środków ochrony roślin. W takich bowiem przypadkach zdarza się, że nawet relatywnie niskotoksyczne dla pszczół substancje owadobójcze, łączone na przykład z środkami grzybobójczymi, zwiększają swoją toksyczność ponad tysiąckrotnie. Doskonałym przykładem jest wykazany laboratoryjnie i potwierdzony terenowo ponad tysiąckrotny wzrost toksyczności tiakloprydu wobec pszczół, spowodowany jednoczesnym narażeniem na fungicyd triflumizol (Iwasa i in. 2004). Warto tu uzmysłowić sobie fakt, że środki, na których używanie zezwolono w Polsce należą do takich właśnie mieszanek pestycydowych. W skład Modesto 480 FS wchodzi bowiem beta-cyflutryna (pyretroid) i klotianidyna (neonikotynoid), natomiast Cruiser OSR 322 zawiera dwa fungicydy (fludioksonil i mefenoksam) oraz neonikotynoid (tiametoksam).

Jak żyć?
Trudno oczywiście wyobrazić sobie nowoczesne, wielkoskalowe rolnictwo bez stosowania jakichkolwiek środków ochrony roślin. W świetle badań naukowych wydaje się jednak, że fundowanie sobie „bomby z opóźnionym zapłonem”, jaką są stosowane prewencyjnie neonikotynoidy, nie jest rozwiązaniem ani optymalnym, ani bezpiecznym.  Ich natura chemiczna (rozpuszczalność w wodzie) i wyjątkowa trwałość (a w przypadku pszczół oddziaływanie zarówno na owady dorosłe, jak i stadia larwalne), pozwala prognozować daleko drastyczniejsze efekty uboczne dla środowiska, niż w przypadku DDT, które także miało być „złotym środkiem” do ochrony upraw. Zauważmy, że na naszym rynku, wyłączając neonikotynoidy, dostępnych jest prawie 300 środków ochrony roślin (z czego 129 można stosować na rzepaku), a wycofanie neonikotynoidów nie wywołało gwałtownego spadku plonowania upraw, zatem sięganie po środki nadzwyczajne jest w naszej opinii nieuzasadnione. Nasz głos nie powinien być jednak także rozumiany jako pochwała niekontrolowanego stosowania konwencjonalnych pestycydów. Przeciwnie – uważamy, że generalnie należy ograniczać stosowanie wszelkich pestycydów. Taki cel ma integrowana ochrona roślin, polegająca m.in. na tym, aby stosować środki ochrony roślin interwencyjnie (a nie prewencyjnie) i tylko przy odpowiednio dużym nasileniu występowania organizmów szkodliwych*.

Przytoczone powyżej argumenty naszym zdaniem w pełni uzasadniają jednak stanowisko Unii Europejskiej, która zdecydowała się zakazać stosowania związków wywołujących najbardziej niepokojące środowiskowo skutki. Analogiczny pogląd wyraziło ostatnio 232 naukowców – sygnatariuszy listu napisanego przez prof. Dave’a Goulsona z Uniwersytetu w Sussex (Wlk. Brytania), opublikowanego 1. czerwca tego roku w jednym z najważniejszych periodyków naukowych (Science). Badacze zajmujący się m.in. ekologią zapylania roślin i ekotoksykologią nawołują w nim do pilnego podpisania krajowych i międzynarodowych porozumień, które ograniczą stosowanie neonikotynoidów (Goulson 2018). Polska także powinna przyłączyć się do tej koalicji!

* „Szkodnik” to szerokie pojęcie, obejmujące wszystkie organizmy, które przynoszą szkody gospodarcze. Należy jednak pamiętać, że nie jest to pojęcie ani naukowe, ani jednoznaczne.

**LD50 to skrót od angielskiego lethal dose, 50%, czyli ‘śmiertelna dawka, 50%’


Marcin Zych, Justyna Ryniewicz, Anna Gajda, Hajnalka Szentgyörgyi, Bożena Denisow i Paulina Kramarz


dr hab. Marcin Zych, adiunkt na Wydziale Biologii UW i senior researcher w Uniwersytecie Witolda Wielkiego w Kownie, zajmuje się ekologicznymi i ewolucyjnymi relacjami roślin i ich zapylaczy, autor ponad 40 prac o tej tematyce, współautor Narodowej Strategii Ochrony Owadów Zapylających, ekspert IUCN, EU-TWIX, członek International Commission on Plant-Pollinator Relationship, International Bee Research Association i Scandinavian Association of Pollination Ecologists.

mgr Justyna Ryniewicz, absolwentka Międzywydziałowych Studiów Ochrony Środowiska, doktorantka na Wydziale Biologii UW, zajmuje się biologią i ekologią zapylania, badając m.in. mikroorganizmy zasiedlające nektar; członkini International Commission on Plant-Pollinator Relationship i Scandinavian Association of Pollination Ecologists.

dr n. wet. Anna Gajda, adiunkt w Pracowni Chorób Owadów Użytkowych Wydziału Medycyny Weterynaryjnej SGGW, zajmuje się badaniem, diagnostyką i leczeniem chorób pszczół oraz edukacją studentów weterynarii i pszczelarzy w zakresie chorób owadów użytkowych. Jest autorką i współautorką przeszło 40 prac naukowych i popularno-naukowych oraz 4 książek dotyczących chorób pszczół oraz ginięcia rodzin pszczelich, i współautorką Narodowej Strategii Ochrony Owadów Zapylających. Jest członkiem Executive Commitee europejskiej organizacji do spraw strat rodzin pszczelich COLOSS oraz jednym z członków-założycieli międzynarodowej sieci Research Network for Sustainable Bee Breeding.

dr Hajnalka Szentgyörgyi, adiunkt naukowy w Katedrze Sadownictwa i Pszczelnictwa na Uniwersytecie Rolniczym w Krakowie, zajmuje się biologią pszczół i ekologią zapylania, jest współautorką 26 prac naukowych i 8 rozdziałów książkowych, i współautorką Narodowej Strategii Ochrony Owadów Zapylających. Jest ekspertem w ramach sieci BES-net pod patronatem ONZ i autorką wiodącą „Raportu o zapylaczach, zapylaniu i produkcji żywności” Międzyrządowej Platformy Różnorodności Biologicznej i Funkcji Ekosystemu (IPBES) przygotowanego pod patronatem ONZ.

dr hab. Bożena Denisow, adiunkt w Katedrze Botaniki, Zakładzie Biologii Roślin Uniwersytetu Przyrodniczego w Lublinie, zajmuje się produktywnością pyłkową i nektarową roślin oraz relacjami rośliny–owady zapylające. Jej dorobek naukowy obejmuje ponad 200 prac, w tym ok. 70 oryginalnych prac twórczych. Jest członkiem europejskiej organizacji do spraw strat rodzin pszczelich COLOSS oraz International Bee Research Association i współautorką Narodowej Strategii Ochrony Owadów Zapylających. Jest redaktorem naczelnym czasopisma Acta Agrobotanica.

dr hab. Paulina Kramarz, adiunktka w Instytucie Nauk o Środowisku UJ, jest współautorką 43 publikacji dotyczących ekologii bezkręgowców lądowych, z czego duża część dotyczy ekotoksykologii oraz upraw GMO, i współautorką Narodowej Strategii Ochrony Owadów Zapylających. Obecnie zajmuje się przede wszystkim aspektami ewolucyjnymi i ekologicznymi fizjologii owadów. Jej naukowym hobby jest ochrona biologiczna upraw oraz agroekologia.

Literatura

Alaux i in. (2010) Interactions between Nosema microspores and a neonicotinoid weaken honeybees (Apis mellifera). Environmental Microbiology 12:774-82.

Arena M, Sgolastra F (2014) A meta-analysis comparing the sensitivity of bees to pesticides. Ecotoxicology 23:324-334 doi:10.1007/s10646-014-1190-1

Basley i in. (2018) Effects of chronic exposure to thiamethoxam on larvae of the hoverfly Eristalis tenax (Diptera, Syrphidae). PeerJ 6:15

Bonmatin i in. (2015) Environmental fate and exposure; neonicotinoids and fipronil. Environmental Science and Pollution Research 22:35-67 doi:10.1007/s11356-014-3332-7

Chagnon i in. (2015) Risks of large-scale use of systemic insecticides to ecosystem functioning and services. Environmental Science and Pollution Research 22:119-134 doi:10.1007/s11356-014-3277-x

Ciereszko i in. (2017) Sperm parameters of honeybee drones exposed to imidacloprid. Apidologie 48:211-222 doi:10.1007/s13592-016-0466-2

Colla SR, MacIvor JS (2017) Questioning public perception, conservation policy, and recovery actions for honeybees in North America. Conserv Biol 31:1202-1204 doi:10.1111/cobi.12839

Dussaubad i in. 2016. Combined neonicotinoid pesticide and parasite stress alter honeybee queens’ physiology and survival. Scientific Reports 6: 31430

Fairbrother i in. (2014) Risks of neonicotinoid insecticides to honeybees. Environmental Toxicology and Chemistry 33:719-731 doi:10.1002/etc.2527

Forister ML i in. (2016) Increasing neonicotinoid use and the declining butterfly fauna of lowland California. Biology Letters 12:5 doi:10.1098/rsbl.2016.0475

Garibaldi LA i in. (2011) Stability of pollination services decreases with isolation from natural areas despite honey bee visits. Ecology Letters 14:1062-1072 doi: 10.1111/j.1461-0248.2011.01669.x

Garibaldi LA i in. (2013) Wild pollinators enhance fruit set of crops regardless of honey bee abundance. Science 339:1608-1611 doi:10.1126/science.1230200

Geldmann J, González-Varo JP (2018) Conserving honey bees does not help wildlife. Science 359:392-393 doi:10.1126/science.aar2269

Gilburn AS i in. (2015) Are neonicotinoid insecticides driving declines of widespread butterflies? PeerJ 3:13 doi:10.7717/peerj.1402

Girolami Vi in. (2013) Aerial powdering of bees inside mobile cages and the extent of neonicotinoid cloud surrounding corn drillers. Journal of Applied Entomology 137:35-44 doi:doi:10.1111/j.1439-0418.2012.01718.x

Girolami V i in. (2012) Fatal powdering of bees in flight with particulates of neonicotinoids seed coating and humidity implication. Journal of Applied Entomology 136:17-26 doi:doi:10.1111/j.1439-0418.2011.01648.x

Goulson D (2013) An overview of the environmental risks posed by neonicotinoid insecticides. Journal of Applied Ecology 50:977-987 doi:doi:10.1111/1365-2664.12111

Goulson D (2018) Call to restrict neonicotinoids. Science 360:973-973 doi:10.1126/science.aau0432

Grosman DM, Upton WW (2006) Efficacy of Systemic Insecticides for Protection of Loblolly Pine Against Southern Pine Engraver Beetles (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) and Wood Borers (Coleoptera: Cerambycidae). Journal of Economic Entomology 99:94-101 doi:10.1093/jee/99.1.94

Henry M i in. (2012) A Common Pesticide Decreases Foraging Success and Survival in Honey Bees. Science 336:348-350 doi:10.1126/science.1215039

Henry M i in. (2015) Reconciling laboratory and field assessments of neonicotinoid toxicity to honeybees. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 282: 10.1098/rspb.2015.2110

IPBS (2016) The assessment report of the Intergovernmental Science-Policy Platform on Biodiversity and Ecosystem Services on pollinators, pollination and food production. Secretariat of the Intergovernmental Science-Policy Platform on Biodiversity and Ecosystem Services, Bonn, Germany

Iwasa T i in. (2004) Mechanism for the differential toxicity of neonicotinoid insecticides in the honey bee, Apis mellifera. Crop Protection 23:371-378 doi:10.1016/j.cropro.2003.08.018

Jeschke P i in. (2011) Overview of the Status and Global Strategy for Neonicotinoids. Journal of Agricultural and Food Chemistry 59:2897-2908 doi:10.1021/jf101303g

Kiljanek T i in., (2016a) PESTICIDE POISONING OF HONEYBEES: A REVIEW OF SYMPTOMS, INCIDENT CLASSIFICATION, AND CAUSES OF POISONING. J Apic Sci 60:5-24

Kilianek T I in. (2016b) Multi-residue method for the determination of pesticides and pesticide metabolites in honeybees by liquid gas chromatography coupled with tandem mass spectrometry – honeybees poisoning incidents. Journal of Chromatography A 1435: 100-114

Klein A-M i in. (2018) Relevance of wild and managed bees for human well-being. Current Opinion in Insect Science doi:https://doi.org/10.1016/j.cois.2018.02.011

Lundin O i in. (2015) Neonicotinoid Insecticides and Their Impacts on Bees: A Systematic Review of Research Approaches and Identification of Knowledge Gaps. Plos One 10:20 doi:10.1371/journal.pone.0136928

Main AR i in. (2018) Neonicotinoid insecticides negatively affect performance measures of non-target terrestrial arthropods: a meta-analysis. Ecol Appl 28:1232-1244 doi:10.1002/eap.1723

Mitchell EAD i in. (2017) A worldwide survey of neonicotinoids in honey. Science 358:109-111 doi:10.1126/science.aan3684

O’Neal STi in. (2018) Interactions between pesticides and pathogen susceptibility in honey bees. Current Opinion in Insect Science 26: 57-62

Pettis JS i in. (2012) Pesticide exposure in honey bees results in increased levels of the gut pathogen Nosema. Naturwissenschaften, 99 (2012), pp. 153-158, 10.1007/s00114-011-0881-1

Pistorius J i in. (2015) Application of predefined doses of neonicotinoid containing dusts in field trials and acute effects on honey bees. Bulletin of Insectology 68:161-172

Rundlof M i in. (2015) Seed coating with a neonicotinoid insecticide negatively affects wild bees. Nature 521:77-80 doi:10.1038/nature14420

Sanchez-Bayo F (2011) Impacts of agricultural pesticides on terrestrial ecosystems. In: Sanchez-Bayo F, van den Brink PJ, Mann RM (eds) Ecological Impacts of Toxic Chemicals. Bentham Science Publishers, Sharjah, pp 63–87

Simon-Delso N i in. (2015) Systemic insecticides (neonicotinoids and fipronil): trends, uses, mode of action and metabolites. Environmental Science and Pollution Research 22:5-34 doi:10.1007/s11356-014-3470-y

Stainhauer N I in. (2018) Drivers of colony losses. Current Opinion in Insect Science 26: 142-148

Stanley DA i in. (2015) Neonicotinoid pesticide exposure impairs crop pollination services provided by bumblebees. Nature 528:548–550.

Tsvetkov N i in. (2017) Chronic exposure to neonicotinoids reduces honey bee health near corn crops. Science 356:1395-1397 doi:10.1126/science.aam7470

Williams GR i in. (2015) Neonicotinoid pesticides severely affect honey bee queens. Scientific Reports 5:8 doi:10.1038/srep14621

Winfree R i in. (2018) Species turnover promotes the importance of bee diversity for crop pollination at regional scales. Science 359:791-793 doi:10.1126/science.aao2117

Wood TJ, Goulson D (2017) The environmental risks of neonicotinoid pesticides: a review of the evidence post 2013. Environmental Science and Pollution Research 24:17285-17325 doi:10.1007/s11356-017-9240-x

Woodcock BA i in. (2017) Country-specific effects of neonicotinoid pesticides on honey bees and wild bees. Science 356:1393-1395 doi:10.1126/science.aaa1190

Woodcock BA i in. (2016) Impacts of neonicotinoid use on long-term population changes in wild bees in England. Nature Communications 7:12459 doi:10.1038/ncomms12459

Zych M i in. (2018) Narodowa Strategia Ochrony Owadów Zapylających. Fundacja Greenpeace, Warszawa. Fundacja Greenpeace Polska, Warszawa.

3 Trackbacks / Pingbacks

  1. Wezwanie do ograniczenia stosowania neonikotynoidów – Nauka dla Przyrody
  2. Nie da się chronić pszczół, jeśli ignoruje się potrzeby ich larw – Nauka dla Przyrody
  3. Pestycydy: trzymajmy się faktów – Nauka dla Przyrody

Możliwość komentowania jest wyłączona.